Semnalizarea receptorilor de insulină în POMC, dar nu AgRP, neuronii controlează acțiunea insulinei țesutului adipos

Abstract

Introducere

Hipotalamusul mediobasal (MBH) este o regiune cheie a creierului care evaluează disponibilitatea energiei prin detectarea hormonilor și nutrienților pentru a coordona homeostazia energetică. În cadrul MBH, proteinele asociate agouti (AgRP) și neuronii pro-opiomelanocortină (POMC) joacă roluri critice în comportamentul ingestiv. Activarea neuronilor AgRP crește rapid și semnificativ aportul de alimente (1-3), în timp ce ablația neuronilor AgRP la șoarecii adulți are ca rezultat înfometarea profundă și pierderea în greutate (4-6). Activarea neuronilor POMC reduce pofta de mâncare (7,8), în timp ce inhibarea neuronilor POMC crește modest hrănirea (8).

receptorilor

Receptorul de insulină (IR) este exprimat atât în ​​neuroni AgRP, cât și în neuroni POMC. Deși sa demonstrat că insulina hiperpolarizează și inhibă neuronii AgRP și POMC (9-11), există rapoarte că insulina poate activa și neuronii AgRP și POMC (11,12), posibil ca urmare a eterogenității dintre acești neuroni. Ștergerea IR de la neuronii AgRP (AgRP IR KO) are ca rezultat o rezistență ușoară la insulină hepatică (9), definită ca capacitatea redusă a insulinei de a suprima producția hepatică de glucoză (hGP). Cu toate acestea, în ciuda rezistenței la insulină hepatică, rata de perfuzie a glucozei (GIR) necesară pentru menținerea euglicemiei în timpul clemelor hiperinsulinemice nu a fost modificată la șoarecii AgRP IR KO și, mai important, au fost, de asemenea, capabili să mențină toleranța normală la glucoză (9), indicând faptul că afectarea acțiunii insulinei hepatice a fost moderată. În schimb, ștergerea IR în neuronii POMC (șoareci POMC IR KO) nu a modificat hGP sau a afectat toleranța la glucoză atunci când șoarecii au fost hrăniți cu o dietă standard de chow (9,13).

Semnalizarea insulinei cerebrale controlează metabolismul țesutului adipos alb (WAT) prin suprimarea lipolizei și stimularea unei noi lipogeneze, permițând WAT să stocheze lipidele (14,15). Capacitatea WAT ​​de a trece rapid de la o stare lipolitică în timpul postului (care oferă acizi grași liberi și glicerol pentru a fi folosiți ca substraturi energetice în organe precum mușchiul și ficatul) la un mod de stocare a lipidelor după ingestia mesei (care este important pentru a preveni lipotoxicitatea ) este esențială pentru sănătatea metabolică și este redusă în sindromul metabolic și diabetul de tip 2 (16). Hrana cu diete bogate în grăsimi (HFD) afectează rapid acțiunea insulinei cerebrale, ducând la suprimarea afectată a lipolizei hGP și a țesutului adipos și poate duce la steatoză hepatică (17-20). Având în vedere importanța funcționalității WAT pentru sănătatea metabolică, este necesară o mai bună înțelegere a căilor neuronale care mediază acțiunea insulinei cerebrale pentru a controla lipoliza WAT.

Activarea semnalizării melanocortinergice induce lipoliza WAT ​​printr-un flux simpatic crescut (21), indicând faptul că neuronii POMC participă la reglarea simpatică a țesutului adipos. Rolul neuronilor AgRP în reglarea metabolismului țesutului adipos este mai puțin bine definit. Scopul studiului nostru a fost de a examina rolul semnalizării insulinei în neuronii AgRP și POMC în reglarea acțiunii insulinei hepatice și a lipolizei țesutului adipos.

Proiectare și metode de cercetare

Animale

Cleme hiperinsulinemice-euglicemice

La 5 zile după implantarea unui cateter de venă jugulară (15), șoarecii au fost studiați prin cleme hiperinsulinemico-euglicemice. Mâncarea a fost îndepărtată la 9 a.m., iar animalele au fost conectate la catetere la 11 a.m. când au început perfuziile. Pentru a determina fluxurile de glucoză și glicerol, perfuzii continue amorsate de [U- 13 C-6] - d-glucoză (0,6 μmol * kg −1 * min −1) și [2 H-5] -glicerol (4 μmol * kg ) −1 * min −1) au fost începute la t = -100 min, moment în care a fost colectată plasma inițială, iar perfuziile trasoare au fost continuate până la t = 120 min. Insulina umană (Novolin; Novo Nordisk, Princeton, NJ) a fost amorsată (72 mU * kg -1 * min -1) la t = 0 min timp de 1 min și apoi perfuzată continuu la 4 mU * kg -1 * min -1 pentru 2 ore. Glicemia a fost monitorizată la fiecare 10 minute și 25% dextroză a fost perfuzată cu o rată variabilă pentru a menține euglicemia. Sângele (60 μL) a fost colectat în tuburi EDTA de mai multe ori prin tăieturi de coadă și procesat pentru măsurarea insulinei plasmatice și a lipidelor. Animalele au fost anesteziate cu izofluran și sacrificate la capătul clemelor (22). Țesuturile și ficatul adipos perigonadal au fost recoltate, congelate rapid în azot lichid și depozitate la -80 ° C până la o analiză ulterioară

Fluxuri de glucoză și glicerol

Fluxurile au fost determinate așa cum s-a descris anterior (23). Glicerolul sau glucoza Ra (μmol * kg −1 * min −1) a fost calculat prin ecuația Ra = (MPEinf/MPEpl - 1) × R, unde MPEinf este îmbogățirea izotopă fracționată a D5-glicerolului infuzat sau [13 C6] glucoză în exces procentual de masă (MPE), MPEpl este îmbogățirea probei de plasmă (15) și R este rata de perfuzie a izotopului în μmol * kg −1 * min −1 .

Calorimetrie indirectă

Pentru a evalua consumul de energie și raportul de schimb respirator (RER), șoarecii au fost plasați în cuști metabolice pentru calorimetrie indirectă (TSE Systems, Inc., Chesterfield, MO) timp de 5 zile. Animalele au fost hrănite cu diete și apă ad libitum și s-au aclimatizat timp de 3 zile. Șoarecii au fost găzduiți singuri în cuști etanșe la gaze cu un debit de 0,40 L/min. Schimbul de gaz O2 și CO2 a fost măsurat la o rată de eșantionare de 40 s pe cușcă. Activitatea fizică a fost determinată concomitent folosind un sistem cu fascicul de lumină infraroșu unidimensional instalat pe fundul cuștilor.

Test de toleranță la glucoză

După un post de 5 ore, animalele hrănite cu HFD au fost injectate intraperitoneal cu soluție de glucoză 15% (0,8 g/kg corp greutate). Glicemia a fost determinată în probe de vene de coadă folosind un glucometru manual (OneTouch Ultra; LifeScan, Milpitas, CA) la t = 0, 15, 30, 60, 90 și 120 min.

Test de toleranță la rece

După ce temperatura rectală a fost măsurată la temperatura camerei ambiante cu o mică sondă de termometru rectal (BAT MO-15; Physitemp, Clifton, NJ), animalele cu o singură locuință au fost mutate într-o cameră rece la 4 ° C, iar temperatura rectală a fost măsurată la fiecare 30 min timp de 2 ore.