Inhibarea dependentă de glifosat a fotosintezei în salcie
Marcelo P. Gomes
1 Laboratorul de ecotoxicologie a microorganismelor acvatice, GRIL, TOXEN, Departamentul de Științe Biologice, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
2 Laborator de fiziologie vegetală, Institutul de Științe Biologice, Departamentul de Botanică, Universitatea Federală din Minas Gerais, Belo Horizonte, Brazilia
Sarah G. Le Manac’h
1 Laboratorul de ecotoxicologie a microorganismelor acvatice, GRIL, TOXEN, Departamentul de Științe Biologice, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
Louise Hénault-Ethier
3 Institutul de Științe ale Mediului, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
Michel Labrecque
4 Institutul de Cercetare Vegetariană, Grădina Botanică din Montreal, Montreal, QC, Canada
Marc Lucotte
3 Institutul de Științe ale Mediului, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
Philippe Juneau
1 Laboratorul de ecotoxicologie a microorganismelor acvatice, GRIL, TOXEN, Departamentul de Științe Biologice, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
3 Institutul de Științe ale Mediului, Universitatea Quebec din Montreal, Montreal, QC, Canada
Date asociate
Abstract
Introducere
Glifosatul (N- (fosfonometil) glicina) este cel mai utilizat erbicid la nivel mondial de la introducerea plantelor rezistente la glifosat (GR) (Coupe și colab., 2012). Deși a fost sugerat ca unul dintre cele mai puțin toxice pesticide pentru animale și oameni (Williams și colab., 2000; Cerdeira și Duke, 2006), utilizarea pe scară largă a glifosatului împreună cu solubilitatea sa mare declanșează unele îngrijorări cu privire la posibilele sale efecte asupra mediu inconjurator.
Speciile reactive de oxigen sunt esențiale în semnalizarea plantelor; cu toate acestea, odată acumulate, ROS devine toxic, inducând modificări ireversibile în metabolism, ciclul celular și cresc explozii oxidative (Gomes și colab., 2014a). Prin interacțiunea cu moleculele biologice, ROS poate induce distrugerea ADN-ului, lipidelor și proteinelor (Foyer și Noctor, 2011). Pentru a evita deteriorarea oxidativă datorată acumulării ROS, plantele au dezvoltat sisteme enzimatice (de exemplu, SOD, CAT, APX, GPX și GR) și non-enzimatice (de exemplu, ascorbat și glutation) (Foyer și Noctor, 2011). Activitatea sistemelor antioxidante, precum și extinderea peroxidării lipidelor sunt markeri de stres oxidativ care s-au dovedit a fi modulați prin expunerea la glifosat (Ahsan și colab., 2008; Moldes și colab., 2008; Miteva și colab., 2010).
Materiale și metode
Experimente cu efect de seră
Evaluările fotosintetice (folosind măsurători cinetice ale fluorescenței clorofilei) și biochimice au fost efectuate la 0, 6, 24, 48 și 72 ore după începerea tratamentelor. Evaluările au fost oprite după 72 de ore de expunere, deoarece plantele din cel mai înalt tratament cu glifosat au prezentat simptome pronunțate de intoxicație, inclusiv mai multe pete necrotice și pierderea frunzelor (datele nu sunt prezentate). După evaluările de conductanță fotosintetică și stomatală, plantele au fost recoltate și spălate bine cu apă distilată. Probele de a șaptea (prima frunză complet extinsă de la vârf) la a noua frunze au fost imediat înghețate în azot lichid și depozitate în hârtie de folie de aluminiu la -80 ° C până la evaluări biochimice și evaluări ale daunelor oxidative.
Schimb de gaze, fluorescența clorofilei și concentrațiile pigmentare
Schimbul de gaze, fluorescența clorofilei și conținutul de pigment au fost măsurate pe probe din prima, a doua și a treia frunză complet expandată (a șaptea - a noua frunză din vârf), care au primit și erbicidul, pentru un total de trei măsurători pe plantă. Măsurătorile conductanței stomatale (gs) au fost efectuate folosind un porometru de frunze (model SC-1, Decadon Devices Inc., Washington, DC, SUA). Apoi, aceste frunze au fost aclimatizate la întuneric timp de 20 de minute și emisia de fluorescență a clorofilei a fost evaluată utilizând un fluorometru de modulare a amplitudinii pulsului (PAM) (model PAM-2500, WALZ, Effeltrich, Germania). O analiză RLC a fost efectuată conform lui Juneau și colab. (2015). A fost efectuat un RLC în 11 etape. Impulsurile de saturație au fost declanșate la intervale de 0,8 minute cu intensitate a luminii actinice variabile pentru fiecare pas (0, 31, 48, 76, 117, 179, 253, 405, 586, 874 și 1326 μmol fotoni m -2 s -1). Folosind RLC, s-a efectuat evaluarea următorilor parametri: ETR (Krall și Edwards, 1992), qP (van Kooten și Snel, 1990), UQFrel (Juneau și colab., 2005), NPQ (Redondo- Gómez și colab., 2008) și FV/FM (Chinaima și Butler, 1975). Pentru a compara tratamentele, s-au folosit rezultatele fluorescenței din fotonii 874 μmol m -2 s -1 (cea mai similară iradiere în raport cu condițiile de creștere a luminii). Curbele ETR versus iradiere au fost, de asemenea, reprezentate, iar ETRmax și Ik au fost calculate conform Eilers și Peeters (1988).
Pentru evaluarea pigmenților, s-au luat trei discuri foliare de aproximativ 5 mm în diametru din fiecare frunză, iar după determinarea greutății proaspete a probelor, pigmentii lor clorofilici și carotenoizi au fost extrase în acetonă 80% după macerarea discurilor cu un mortar și un pistil. Absorbția spectrală a extractelor (de la 300 la 800 nm) a fost măsurată folosind un spectrofotometru Varian Cary® 300 Bio UV-Vis (Varian, SUA). Concentrațiile (μg/g greutate proaspătă a frunzelor) ale clorofilelor și carotenoidelor totale au fost calculate utilizând ecuațiile descrise de Lichtenthaler și Wellburn (1983).
Evaluări biochimice
Pentru a evalua răspunsurile oxidative, conținutul de H2O2, MDA și activitatea sistemelor antioxidante au fost studiate urmând metodele descrise de Gomes și colab. (2014c). H2O2 a fost extras în 2 ml acid tricloracetic 0,1% (TCA) și după centrifugare la 12000 × g timp de 15 minute, 300 pl din supernatantul centrifugat au reacționat cu 0,5 ml tampon fosfat de potasiu 10 mM (pH 7,0) și 1 ml de 1 M KI. Probele au fost citite la 390 nm și concentrațiile de H2O2 au fost determinate folosind un coeficient de extincție (() de 0,28 mM -1 cm -1. Estimarea peroxidării lipidelor sa bazat pe producția de metaboliți reactivi ai acidului 2-tiobarbituric, în special MDA. Probele care conțin 200 mg de frunze și țesut rădăcină au fost macerate în 5 ml de 0,1% TCA. După omogenizarea completă, 1,4 ml de omogenat au fost transferați într-un tub de eppendorf și centrifugați la 10.000 rpm timp de 5 minute. O alicotă de 0,5 mL de supernatant a fost adăugată la 2 mL de 0,5% (v/v) TBA (acid tiobarbituric) în 20% TCA. Amestecul a fost încălzit într-o baie de apă la 95 ° C timp de 30 min și apoi răcit cu gheață timp de 10 min. Citirile au fost efectuate folosind un spectrofotometru la 535 și 600 nm.